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Ideonella sakaiensis - Coggle Diagram
Ideonella sakaiensis
ESTERILIZACIÓN
En 6 tubos de ensaye 16 x 150 mm, colocar 9 mL de agua destilada con una pipeta de 10 mL. Se taparan y se colocara dentro de un bote metálico cubierto con un trozo de papel de estraza.
Esterilizar en autoclave a 15 lb x 15 min.
Introducir un pequeño tapón de algodón en la boca de tres pipetas. Esterilizar en horno eléctronico a 180 ° C x 1 hora
Preparación de medio de cultivo sólido
Calcular la cantidad a pesar según la etiqueta del frasco del medio para 150 mL de medio.
Colocar el polvo dentro del matraz Erlenmeyer de 250 mL, con una probeta adicionar el volumen de agua destilada.
Fundir el agar del medio de cultivo.
Colocar tapón de algodón
Esterilizar en autoclave a 15 lb x 15 min.
Fundamento: Contiene componentes ricos nutritivamente por lo que permite el crecimiento.
MATERIAL
6 tubos de ensaye de 16 x 150 mm c/ tapón de rosca.
2 pipetas de vidrio de 1 mL
-1 pipeta de vidrio de 10 mL
1 matraz Erlenmeyer de 250 mL
-6 cajas Petri de vidrio estériles
-1 mechero Fisher
1 gradilla para tubos de ensaye
1 tripie con rejilla de asbesto
1 Mechero bunsen
1 paquete de algodón
1 rollo de papel de estraza
1 libra de agar nutritivo en polvo
1 rollo de gasa
1 balanza granataria
2 soportes para autoclave
Etanol
1 varilla de vidrio acodada
4 portaobjetos
1 puente de tinción
Microscopio electronico
. Piseta de agua destilada
Aceite de inmersión
Papel seda
Kit de tinción Gram
Bandeja de tinción
Cristal violeta
Safranina
Jarra para anaerobiosis
Reactivo catalasa
-Reactivo oxidasa
VACIADO DEL MEDIO DE CULTIVO
Esperar que la presión de la autoclave disminuya hasta 0 lb para poder abrirla.
Limpiar la mesa de trabajo con toallitas de cloro.
Dentro del área aséptica del mechero, colocar aprox. 25 mL de medio en cada caja Petri.
Una vez frío, voltear las cajas y colocarlas dentro de una bolsa de plástico.
Incubar las placas en la incubadora a 37 °C x 24 hrs para pruebas de esterilidad.
MÉTODOS DE AISLAMIENTO
Tomar la muestra de un río contaminado de plásticos o de las heces de los peces.
Etiquetar los 6 tubos con números 10-1, 10-2...10-6.
En condiciones asépticas, con una pipeta estéril tomar un alícuota de 1 mL y transferir al tubo 10-1.
Agitar suavemente el tubo x 5 min.
Repetir el procedimiento hasta el tubo 10-6
Con la segunda pipeta estéril, tomar 1 mL del tubo 10-6 y colocarlo en una caja Petri etiqueta con el mismo número.
Repetir hasta sembrar las últimas cinco diluciones x multiplicado.
Sumergir la varilla en etanol y pásela por la flama del mechero y espere a que se enfrié. Disperse la alícuota colocada en cada caja.
Invertir las cajas e incubarlas a 37° C x 24 hrs.
Descripción de la morfologia
Se describirá por tamaño, color, forma, elevación, superficie, aspecto, bordes, luz reflejada, luz transmitida.
PRUEBAS DE TINCIÓN
Tinción Simple
Fundamento: Se observa la morfología y agrupación de los microorganismos
Procedimiento: - Colocar en un portaobjeto una gota de agua en el centro.
Tomar con el asa estéril una porción del crecimiento y hacer una suspensión homogénea.
Dejar secar al aire libre
Fijar el frotis al calor
En un puente de tinción, cubrir la muestra con el colorante x 1 min.
Lavar el exceso el colorante.
Dejar secar el frotis
Observar al microscopio
Tinción Gram
Fundamento: Obtener la clasificación en dos grupos, Gram positivos y Gram negativos
Procedimiento: - Hacer un frotis con la bacteria. Dejarla secar, fijarla con calor.
Cubrir el frotis con cristal violeta x 1 min. Lavar
Cubrir con Lugol x 1 min. Lavar
Decolorar añadiendo gota a gota alcohol- acetona x 5 seg. Lavar
Cubrir con safranina x 1 min. Lavar
Dejar secar y observar al microscopio.
Tinción de flagelos de Leifson
Fundamento: Se observa la presencia de flagelos en células bacterianas.
Procedimiento: - Hacer frotis con la cepa. Fijarlo químicamente con formol.
Dejar secar al aire.
Cubrir con colorante de Leifson x 10 min. Lavar
Secar al aire libre
Observar al microscopio
PRUEBAS BIOQUIMICAS
Prueba de catalasa
Fundamento: Identificar bacterias que sintetizan catalasa, hidrolizan el peróxido de hidrogeno en agua y oxígeno gaseoso que se libera en forma de burbujas.
Procedimiento: - En un cubreobjetos colocar 1 gota de catalasa
Tomar una asada de la cepa y depositarla
Observar la formación de burbujas.
Prueba de oxidasa
Fundamento: Determinar la presencia de enzimas oxidasas.
Procedimiento: - Abrir el reactivo de oxidasa. Del medio BHI, tomar una asada de la colonia y colocarla en el cuadro de oxidasa
Prueba de movilidad
Fundamento: Evidencia por el entubamiento del medio o por crecimiento que difunde más allá de la línea de incubación
Procedimiento: Sembrar la cepa en el medio MIO, por picadura hasta 3 mm antes del fondo del tubo.
Incubar en aerobiosis a 37° C de 24 a 48 h
Prueba de producción de ácido a partir de glucosa
Fundamento: Diferenciar entre bacterias productoras de Glucosa, Sacarosa, Lactosa, Aterogénicas y productoras de SH2.
Procedimiento: Del medio BHI, sembrar por la técnica de asa suspendida de la cepa en el medio de glucosa base rojo de fenol.
Incubar a 37° C x 24 a 48 h
Observar la utilización de la glucosa
Crecimiento en anaerobiosis
Fundamento: Observar crecimiento de microrganismos en un ambiente libre de oxígeno.
Procedimiento: Colocar una muestra de la cepa en una jarra de anaerobiosis
Crecimiento en aerobiosis
Fundamento: Medio de cultivo donde las bacterias necesitan presencia de oxigeno.
Procedimiento: Colocar una muestra de la bacteria en el medio nutritivo. Observar crecimiento